Monitorar e entender a nutrição mineral da videira pode ser uma tarefa
difícil. Os nutrientes minerais são importantes no processo bioquímico da
videira. Um programa efetivo de nutrição requer bons conhecimentos de
fertilidade e irrigação, vigor, produção, e interpretação das análises de solo
e de tecidos (Schreiner, 2011).
a) – ANALISE DE SOLO
A análise de solo é um instrumento que pode auxiliar o produtor rural a
aumentar a lucratividade da exploração agrícola ou florestal e a acompanhar as
mudanças da fertilidade do solo. Deve ser utilizada, juntamente com outras
informações, como um guia para as recomendações de uso de calcário e adubos
(minerais e orgânicos).
A análise de solos apresenta duas
funções:
-
Indicar os níveis de nutrientes no solo, possibilitando o desenvolvimento de um
programa de calagem e de adubação;
-
Pode ser usada regularmente para monitorar e avaliar as mudanças dos nutrientes
no solo.
A análise de solo não deve ser usada como único parâmetro para
interpretar o estado nutricional da videira, devido à variação da necessidade
de nutrientes existente em cada variedade, clones e porta-enxerto, variação da
umidade do solo e práticas de manejo do solo, e a capacidade das raízes de
explorar o solo. Alem disso, as videiras podem estocar quantidades
significantes de certos nutrientes que podem ser utilizados em caso de deficiência
no solo, e esta habilidade aumenta com a idade da planta. Como exemplo, mais de
50% do nitrogênio e fósforo existente na copa provém das reservas existentes
nas raízes e tronco, segundo estudo realizado
no Oregon por Schreiner em 2006.
A análise de solo é usada para monitorar as mudanças que ocorrem em
diversos anos, como pH e conteúdo de matéria orgânica, que podem impactar a
disponibilidade de nutrientes no solo. (Schreiner,
2011).
Coleta da amostra
Ao coletar a amostra de solo devemos dividir a propriedade em áreas
uniformes de até 10 hectares. Cada uma dessas áreas deverá ser uniforme quanto à
cor, topografia, textura e quanto às adubações e calagem que recebeu. Áreas
pequenas, diferentes das circunvizinhas, não deverão ser amostradas juntas.
Cada uma das áreas escolhidas deverá ser percorrida em ziguezague, retirando-se
com um trado, amostras de 15 a 20 pontos diferentes, que deverão ser colocadas
juntas em um balde limpo. Na falta de trado, poderá ser usado um tubo ou uma
pá. Todas as amostras individuais de uma mesma área uniforme deverão ser muito
bem misturadas dentro dum balde, retirando-se uma amostra final, em torno de
500g (Embrapa Solos).
As amostras deverão ser retiradas da camada superficial
do solo, até a profundidade de 20 cm, tendo antes o cuidado de limpar a
superfície dos locais escolhidos, removendo as folhas e outros detritos. Não
retirar amostras de locais próximos a residências, galpões, estradas,
formigueiros, depósitos de adubos, etc. Não retirar amostras quando o terreno
estiver encharcado. No caso de culturas perenes (frutíferas, por exemplo)
sugere-se também retirar amostras entre 20 e 40 cm de profundidade.
Identificar perfeitamente cada amostra, numerando cada
recipiente com o mesmo número colocado nos seus apontamentos particulares.
b) – ANÁLISE FOLIAR
A análise de tecidos nos mostra a concentração de nutrientes; a
quantidade de nutrientes pela quantidade (massa) de pecíolos ou limbo foliar.
Isto leva a supor que a concentração de nutrientes é igual à necessidade da
planta. No entanto, isto não é sempre correto. O único meio de se ter certeza
quanto à necessidade de nutrientes é monitorar o conteúdo de nutrientes durante
o ciclo vegetativo. Crescimento rápido pode diluir a
concentração de nutrientes nas folhas e pecíolos. Os resultados da análise de
tecidos devem ser usados combinados com outras informações tais como
comportamento da planta durante o ciclo vegetativo (análise visual), condições climáticas,
fertilizações realizadas, irrigações e experiências dos anos passados neste
vinhedo (Schreiner,2011).
Schreiner
(2011), considera que ao
implementar um programa de análise de tecidos devemos observar:
1 – Ser consistentes quanto ao estágio fenológico
na coleta da amostra. A concentração de nutrientes nas folhas e nos pecíolos
pode mudar rapidamente durante o ciclo vegetativo. A época da coleta da amostra
é critica para se obter dados fidedignos. Por exemplo, há pesquisas que indicam
que a concentração de fósforo cai rapidamente durante o período da floração ao
inicio da maturação. Colher a amostra sempre no mesmo estágio.
2 – Monitorar sempre a mesma área de um vinhedo.
Para realizar isto é importante marcar as filas onde será coletada a amostra.
3 – Se monitorarmos uma área grande com uma única
amostra, a coleta dos pecíolos ou do limbo foliar deve ser de forma abrangente
na área e consistente ano a ano. Por exemplo, colher um pecíolo ou um limbo
foliar a cada 10 plantas e em cada 5 fileiras.
4 – Colher separadamente amostras segundo o vigor
das plantas dentro do mesmo bloco.
5 – Determinar em que época deve ser colhida a
amostra. A amostra para analise foliar pode ser colhida na floração ou no
inicio da maturação. Geralmente, a análise de pecíolos colhidos na floração nos
dá boa indicação do status de micronutrientes. Enquanto, a analise no inicio da
maturação é mais indicativa do status dos macro nutrientes nitrogênio, fósforo
e potássio, porque estes nutrientes são móveis na planta e a sua concentração
na floração geralmente é alta.
6
– Determinar
qual o tecido a ser colhido: pecíolo ou limbo folhar.
Geralmente a análise de pecíolos nos da uma boa indicação da deficiência
ou excesso de potássio, cloro e sódio. A análise do limbo foliar nos da
indicação da concentração de nitrogênio, magnésio, zinco, boro, cálcio, cobre e
manganês.
Coleta da amostra
Na floração
= ( 60 a 70 % das flores abertas) – Para a analise de
pecíolos, colher 60 a 100 pecíolos localizados atrás do cacho. Após a coleta
devem ser lavados em água limpa, enxugar num papel toalha e secar a sombra
sobre um papel limpo.
No
caso de realizar analise de limbo foliar, colher 20 a 40 folhas, lavar em água
limpa e secar em papel toalha. Colocar sobre um papel limpo e deixar secar a
sombra.
Inicio da
maturação = (50% das bagas
coloridas). Proceder da mesma maneira indicada para a coleta na floração.
O objetivo da adubação é proporcionar a planta uma serie de elementos
minerais complementares aos que proporciona o solo. A deficiência de nutrientes
provoca o atraso e insuficiência no desenvolvimento da planta, porém uma
adubação excessiva resulta igualmente prejudicial. O vinhedo requer um cuidado
especial na adubação por ser um cultivo lenhoso que atravessa diversas fases de
desenvolvimento com necessidades próprias em cada fase (Loyola).
De uma forma ou outra, todos os elementos minerais
são indispensáveis ao desenvolvimento da videira, sejam eles macro ou
micronutrientes, a tal ponto de frear ou mesmo bloquear o crescimento da
planta. A necessidade global depende da participação de cada elemento, em
função de suas propriedades, nas múltiplas reações químicas que constituem o
metabolismo.
Monitorar e entender a nutrição mineral da videira
pode ser uma tarefa difícil. Os nutrientes minerais são importantes no processo
bioquímico da videira. Um programa efetivo de nutrição requer bons conhecimentos
de fertilidade e irrigação, vigor, produção, e interpretação das análises de
solo e de tecidos. A nutrição da videira pode influenciar a formação do fruto,
a qualidade do fruto e a qualidade do produto final. A nutrição num vinhedo
depende de cada vinhedo, baseado nas variações existentes de solo, as
necessidades da planta e das características de cada variedade e porta-enxerto.
(Schreiner).
Absorção dos nutrientes pelas raízes
O sistema radicular é formado por uma estrutura
principal de raízes (com diâmetro de 6 a 100 mm), as quais geralmente se
encontram numa profundidade de
30 a 35 cm, e raízes menores (2 a 6 mm de diâmetro), que derivam da estrutura
principal e crescem tanto na forma horizontal como vertical. Estas raízes vão
se ramificando gerando as raízes absorventes, as quais são efêmeras e são
continuamente substituídas por novas raízes laterais (Mullins et al. 1992). O crescimento lateral de raízes é derivado do crescimento de primeiro
e segundo ano. Ao inicio de cada temporada de crescimento, as raízes que
sobreviveram ao inverno desenvolvem novas raízes absorventes (Stepke y Carey, 2010).
Uma das maiores diferença que a videira apresenta
em relação às demais árvores frutíferas, e que pode ser a origem de alguns
problemas importantes na primeira etapa de desenvolvimento dos brotos, é o
descompasso entre o inicio do crescimento dos brotos e das raízes (Callejas y Benavidez, 2005). Tal como assinala Freeman e Smart (1976), o inicio do crescimento das raízes, na
cultivar Shiraz, na primavera, ocorreu aproximadamente 10 semanas mais tarde
que o do broto. Esta posterior atividade da raiz é corroborada pelo trabalho
realizado por Andonova (1970) e Niimi e Torikata (1978), citados por Callejas y Benavides (2005), que avaliaram a produção de hormônios na
videira. Uma das razões que explica este comportamento, refere-se à temperatura
do solo, fator que estaria controlando o inicio e termino do crescimento anual
do sistema radicular. Para que este se inicie é necessário que a temperatura do
solo esteja no mínimo acima de 6 oC, sendo o ótimo de 30 o(em
avaliações de laboratório). Entre estes valores, observou-se uma grande
variabilidade no crescimento anual das raízes, tal como menciona Erlenwein (1971) citado por Callejas e Benavides (2005), onde a 25 oC
o desenvolvimento das raízes foi bem maior do que a 15 oC.
A quantidade de raízes geradas pode ser afetada
pela demanda de carboidrato nos órgãos considerados sumidouros (folhas e
frutos). Alta produtividade geralmente leva a redução do crescimento radicular.
Uma poda limitada e a irrigação podem induzir maior geração de raízes. A
produção de raízes também pode ser afetada pela interceptação da luz solar nas
folhas (Eissenstat, 2007).
Existem muitos estudos que apontam que a videiras
tem dois períodos de desenvolvimento de raízes, um na primavera e outro no
outono, sendo que no verão a geração de novas raízes é pequenas ou nula (Lyr and Hoffman, 1967; van Zyl, 1988 e Mullins et
al. 1992). O pouco desenvolvimento no verão ocorre devido à
grande competição por carbono necessário para o desenvolvimento dos brotos e
dos frutos, e, devido à baixa umidade em muitos solos (Comas et al, 2010). Observações detalhadas a campo da população de novas raízes indicou
que a primeira etapa ocorre entre a floração e o inicio da maturação, tanto em
clima Mediterrâneo como em clima temperado, apesar de que a ocorrência de
desenvolvimento no verão, embora em anos com extrema falta de umidade no solo,
pode ser sanado com irrigação (Comas et
al, 2005; Eissensat et al. 2006; Bauerle et al. 2008 e Field et al. 2009). Em regiões de clima temperado onde as condições
pós-colheita são favoráveis ao desenvolvimento, algumas raízes são produzidas (Field et al. 2009). Nas regiões de clima subtropical onde há um período curto entre a
abertura das gemas e a colheita, mas um longo período pós-colheita favorável ao
desenvolvimento, o desenvolvimento
principal ocorre pós-safra e não na
primavera (Oag et al, 2009).
A capacidade de satisfazer as necessidades de
nutrientes pela videira requer necessariamente, além das características
químicas do solo, de uma ótima fertilização no momento adequado, para o qual é
necessário conhecer o padrão de crescimento das raízes (Callejas y Benavides, 2005). Segundo Warner
(2002), a utilização dos fertilizantes aplicados e as perdas por
lixiviação, dependerão diretamente da atividade das raízes naquele momento. Portanto,
enquanto a medida da curva de crescimento das raízes segue sendo uma incógnita,
estaremos longe de utilizar um manejo eficiente dos fertilizantes, incorrendo
em muitos casos, numa maior contaminação das camadas freáticas do solo (Callejas y Kania, 2002).
Demanda de nitrogênio
Cerca de um quinto da demanda anual de
nitrogênio é requerido entre a abertura das gemas e o florescimento (primeiro
estágio). Durante este período a demanda da nova vegetação é maior do que a
capacidade do sistema radicular em absorver. Este déficit é suprido pelas
reservas existentes nas raízes e madeira permanente, perfazendo cerca de 20,4%
da demanda total neste período. Isto demonstra a importância da reserva de
nitrogênio, visto as raízes não terem a capacidade de suprir a demanda total (Conradie, 1986).
No
período compreendido entre o final da floração e o final do crescimento rápido
dos brotos, a quantidade de nitrogênio absorvido passa de 195 mg para 226 mg
por videira e por semana (Conradie,
1986). Conradie
(1980), verificou que a demanda de nitrogênio neste estágio é semelhante à
capacidade de absorção das raízes. Os órgãos reprodutivos (cachos) utilizam 56% do nitrogênio absorvido durante este
período (Conradie, 1986). A maior demanda de nitrogênio ocorre no próximo
período (fim do rápido crescimento dos brotos e inicio da maturação),
possivelmente devido à grande necessidade por este elemento pelos cachos que
totaliza mais de 60% do total absorvido neste período. Entretanto, a quantidade
absorvida pelas raízes é próxima desta demanda (Conradie, 1986).
Do
inicio da maturação até a colheita a necessidade de nitrogênio decresce um
pouco, sendo neste caso os cachos os mais necessitados, cerca de 73% do
nitrogênio absorvido. Sabe-se que a necessidade de nitrogênio pela videira
decresce ou termina completamente quando as uvas estão completamente madura (Lafon et al. 1965; Conradie, 1980).
A
demanda de nitrogênio após a colheita (27% do total) geralmente ocorre próximo
a queda das folhas. Cerca de 50% do nitrogênio absorvido pela videira,
pós-safra, ocorre durante a queda das folhas. Na pratica, as folhas são retidas
o máximo possível para aumentar a quantidade de nitrogênio na planta (Conradie, 1986).
O
nitrogênio absorvido após a colheita, não migra para as folhas, mas para os
órgão permanentes. Este provavelmente é o fato que grande fração do nitrogênio
absorvido após a colheita é diretamente incorporado na estrutura permanente da
videira. No caso os ramos de ano armazenam uma pequena fração do nitrogênio
absorvido na primavera (31%) e a estrutura permanente recebe o armazenado no
verão (57,8%).
O
nitrogênio absorvido no período pós-colheita é de grande importância para
formar a reserva e a adubação nitrogenada neste período deve receber especial
atenção. A reserva de nitrogênio na videira pode ser aumentada
consideravelmente se durante o outono as folhas forem mantidas na videira (Conradie, 1986).
A
videira absorve continuamente o nitrogênio, mas o máximo de exigências ocorre
em três momentos:
-
Floração – queda da caliptra, limpeza da flor. Frequentemente a queda das
flores (desavinho) deve-se a falta de nitrogênio neste período.
-
Formação dos frutos – logo após a floração.
-
Engrossamento rápido dos frutos.
Demanda de fósforo
Nos primeiros 27 dias após a
abertura das gemas não ocorrem significantes mudanças na quantidade de fósforo
contida na videira, e, as raízes armazenam 82,1% do fósforo presente na planta.
Uma absorção ativa aparece a partir do 22o dia após a abertura das
gemas, e as reservas nas raízes dão sinal que estão abastecendo a nova
vegetação. Durante o período que vai até o inicio da maturação, a absorção de
fósforo aumenta rapidamente e a utilização das reservas radiculares diminui, há
evidencia que o fósforo está sendo estocado nos 35 dias antecedentes ao inicio
da maturação. Entretanto, o fósforo contido na planta está em constante
renovação no período entre o inicio da maturação e a colheita, o conteúdo de
fósforo nos cachos aumenta em função da transferência realizada pelas folhas. Na
colheita a distribuição dos fósforo nos órgãos da videira é: tronco 5,4%,
raízes 19,2%, ramos 13,9%, folhas 27,3% e cachos 34,1% (Conradie, 1981).
A absorção aumenta
consideravelmente nos 44 dias antes da queda das folhas, sendo estocado nas
folhas, raízes, tronco e ramos. Durante o período da queda das folhas a videira ainda ganha
fósforo, mas as folhas carregam parte dele, assim como nitrogênio (Conradie, 1980). Isto causa significante redução de fósforo nos
ramos. Calcula-se que as folhas carregam cerca de 31% do fósforo absorvido na
sua queda. Durante o período de dormência não ocorrem significantes mudanças na
concentração de fósforo na videira (Conradie, 1981).
Existem dois picos de absorção
de fósforo, um da abertura das gemas ao inicio da maturação e o outro cerca de
cinco semanas antes da colheita até a queda das folhas, o pico de absorção
pós-colheita não é tão acentuado como o do nitrogênio (Conradie, 1980).
Demanda
de potássio
Semelhante ao fósforo, a concentração de potássio
na planta não sofre grandes alterações nos primeiros 22 dias após a abertura
das gemas. O significante acúmulo de potássio nas brotações novas parece ser
proveniente das raízes. Deste momento até o final do rápido desenvolvimento dos
brotos, a absorção de potássio aumenta significativamente para alimentar as
brotações novas e muito pouco vai para as partes permanentes da videira. Deste
estágio até o inicio da maturação (35 dias), os cachos acumulam 2.117 mm de
potássio, um pouco a mais que o restante da videira (2.092 mg). Observa-se uma
leve diminuição da concentração de potássio nas folhas. A videira absorve 49%
do requerimento anual no período que vai da floração ao inicio da maturação (Conradie, 1981).
Durante
o período de maturação a absorção de potássio decresce abruptamente, enquanto
que a concentração nos cachos aumenta grandemente. No final, os cachos
acumularam 1.436 mg de potássio, sendo esta quantidade fornecida pelas folhas,
ramos e raízes (Conradie, 1981). Por outro lado, Lévy et al. (1972) não observou translocação de potássio no período
pré-colheita nas videira com alta concentração de potássio. Por outro lado, Lafon et al (1965) observou
apreciável quantidade de potássio
transferido das raízes para as folhas. Isto pode ser explicado pelas evidencias
existentes que alguns portas-enxerto retém altas concentrações de potássio nos
vacúolos celulares e assim transferem pouco para a parte aérea da videira (ex.
140 Ruggeri, P 1103) (Ruhl, 1991). Estudos realizados em região de clima quente na Austrália,
observaram que os portas-enxerto oriundos do cruzamento Vitis berlandieri x Vitis rupestris (ex. R 110, 140 Ruggeri, P
1103, R 99, P1447) contem baixo teor de potássio nas folhas e transferem pouco
aos frutos. Entretanto, os portas-enxerto descendentes da Vitis champii (ex. Dog Ridge e Freedom) contem alta concentração de
potássio nos pecíolos e transferem grande quantidade para os frutos (Ruhl, 1991).
Similar estudo foi feito na França onde encontraram que os portas-enxerto SO4
e Fercal absorvem e transferem mais potássio às folhas e frutos que os descendentes de Vitis riparia (Delas, 1992).
Por ocasião da colheita a uva contém 66,1% do total
de potássio existente na videira. O restante está assim distribuído: tronco
4,7%, raízes 6,9%, ramos 11,7% e folhas 10,7% (Conradie, 1981).
Durante
os 33 dias após a colheita ocorre significante aumento na concentração de
potássio em todos os órgãos da videira, mas diferente do nitrogênio e do
fósforo não há absorção de potássio no restante do período pós-colheita.
Relativa pequena quantidade de potássio é perdida com a queda das folhas
(13,6%) (Conradie, 1981).
Adubação de manutenção da videira
Na
literatura encontra-se diversas orientações para a adubação de manutenção
(produção) da videira. Vamos citar neste caso duas indicações brasileiras:1a - Rolas (2004), sugere que a adubação de manutenção seja orientada pela análise peciolar, neste caso indica para a adubação de manutenção para uva vinifera as seguintes quantidades:
|
Nitrogênio
|
|||
|
Análise peciolar
|
Produtividade esperada
(T/ha)
|
Nitrogênio a aplicar
(kg N/ha)
|
|
|
Abaixo do normal
|
> 25
< 15
|
|
|
|
Normal
|
.> 25
< 15
|
|
|
|
Excessivo
|
.> 25
< 15
|
0
0
0
|
|
|
Fósforo
|
|||
|
Análise peciolar
|
Fósforo a aplicar (kg P2O5/ha)
|
||
|
Abaixo do normal
|
|
||
|
Normal
|
|
||
|
Excessivo
|
0
|
||
|
Potássio
|
|||
|
Análise peciolar
|
Produtividade esperada
(T/ha)
|
Potássio a aplicar
(kg K2O/ha)
|
|
|
Abaixo do normal
|
.> 25
< 15
|
|
|
|
Normal
|
.> 25
< 15
|
|
|
|
Acima do normal
|
.> 25
< 15
|
0
0
|
|
Macronutrientes (kg) Micronutrientes
(gr)
Nitrogênio 3,3 Boro 4,0
Fósforo 0,6 Cobre 4,0
Potássio 2,0 Ferro 3,0
Cálcio 0,1 Manganês 2,0
Magnésio 0,1 Molibdênio 0,003
Enxofre 0,2 Zinco 0,6
